Az oxidáció változásai a deutérium kimerített vízzel készült táplálék használata gennyes gyulladással rendelkező laboratóriumi állatoknál

Bevezetés

Figyelembe véve az oxidáció szabadgyökös reakcióinak (FRRO) fontos szerepét a fiziológiai folyamatok szabályozásában és a kóros állapotok kialakulásában, az oxidatív stressz körülményei között kialakult rendellenességek gyógyszeres és nem farmakológiai korrekciójának aktív keresési módjai ( OS) a modern biológiában, a megelőzésben és a klinikai orvostudományban folytatják a kialakulás megelőzését vagy a szövődmények csökkentését számos betegségben (cukorbetegség, érelmeszesedés, bronchiális asztma, onkopatológia, reumás ízületi gyulladás, neurodegeneratív és más betegségek), ahol az OS alapvető fontosságú a patogenezis [10-14]. A szervezetben az oxidatív anyagcsere táplálkozási korrekciójának lehetősége jelentős érdeklődésre tart számot, ami elsősorban annak köszönhető, hogy a tápanyagok jelentősen befolyásolhatják az egészséget, a munkaképességet és az élettartamot, így most az optimális egyensúly mellett tápanyagok és ásványi anyagok, becsülik azok hatását az endogén AOS-ra [15-17]. A test antioxidáns kapacitásának korrekciójára az egyik legígéretesebb tápanyag a módosított izotópos összetételű víz (WMIC), például alacsony deutériumtartalmú víz [18].

Célkitűzés: A deutériumtartalom, a szabad gyökök oxidációjának intenzitásának és a vérrendszer antioxidáns státusának mennyiségi változásainak, valamint az alacsony deutériumtartalmú módosított izotópösszetételű víznek a laboratóriumi állatok szövetek szabadgyökös oxidációjának mutatóira gyakorolt hatásainak azonosítása fiziológiai körülmények között és gyulladásos folyamatokban.

Anyag és módszerek

A vizsgálat tárgya 90-100 g tömegű hím patkányok vére és szerveinek (máj, vese) homogenizátumai voltak. A patkányokat a következő csoportokra osztottuk: 1. csoport (amelyhez desztillált mineralizált vizet (158 ppm) adtunk 30 napig, n = 40), 2. csoport (amelyekhez desztillált mineralizált vizet (158 ppm) adtunk 30 napig). napig, és lágyrész gennyes gyulladásában szenvedett, n = 40), a 3. számú csoport (amelyhez csökkentett deutériumtartalmú desztillált mineralizált vizet adtak 30 napig, és lágyrész gennyes gyulladásában szenvedtek, n = 40).

Alacsony deutériumtartalmú vizet a Kuban Állami Egyetemen kifejlesztett létesítményben nyertek [27, 28]. A keletkezett vízben a deutérium kezdeti koncentrációja 40 ppm volt.

Az oxidatív stressz kétlépcsős modelljét alkalmazták, miközben patkányokban gennyes sebeket modelleztek. Az első szakasz az oxidatív stressz akut stádiuma volt, és ezt úgy szimulálták, hogy beültetett idegen test segítségével intermuscularis tályogot hoztak létre a laboratóriumi állat hátának hosszú izmainak lágy szöveteiben. A második szakasz az oxidatív stressz krónikus stádiumát tükrözi, és gennyes sebbel szimulálták, amely természetesen keletkezett, miközben a tályog elvezetése és az idegen test eltávolítása történt.

Az oxidatív stressz modelljének alapja egy jól ismert sebgyógyulási modell volt, amelyet L. A. Mamedov javasolt a tályogmodell műtéti kezelése alapján, és ennek módosítását kísérleti vizsgálatok során hajtottuk végre [29].

A tályog modelljének megalkotása érdekében a kísérlet előtt egy vágott és borotvált patkányszőrt kell hátul középső és alsó harmadán megtenni. Ezután helyi érzéstelenítésben, novokain 0,5% -os oldattal - 10 ml-es fecskendőtűt alkalmaztak, amely 3 cm mélységben és 2 cm szélességben károsította a lágyrészeket (a hosszú hátizmok területén) a tályog tervezett területén. képződés. A kísérlet napján a sérült terület 3 cm hosszú metszését kloralóz-nembutális érzéstelenítésben végeztük, majd 10 mm átmérőjű steril gézszivacsot helyeztünk el, amelyet 1 ml folyadékkal impregnáltunk a St. aureus kórokozó törzsét a lágy szövetekbe. . Elsődleges sebvarrásokat hajtottak végre.

Egy nap elteltével az állatok kialakították a sebtályog klinikáját, és elkezdődött az oxidatív stressz szimulációjának első (akut) periódusa. A varratokat a fertőzés után 5 nap alatt eltávolították, ami megfelel az oxidatív stressz második szakaszába való átmenetnek.

A gennyes seb helyi kezelését a kendőkötések alatt később, a másodlagos szándékkal történő teljes gyógyulásig végeztük.

A deutérium koncentrációjának meghatározását a plazmában nukleáris mágneses rezonancia (NMR) alkalmazásával végeztük a JEOL JNM-ECA 400 MHz pulzáló NMR spektrométeren. A spektrum felvételt a deutérium magok megfelelő rezonancia frekvenciáján - 61,4 MHz - végeztük. A rögzítési paraméterek a következők voltak: 6,7 s (felvételi idő), 20 s (relaxációs késleltetés), 5,6 ms (x-impulzus), 0,15 Hz (felbontás). A rögzítési hőmérséklet -25 ◦ C volt, a stabilizálás pontossága 0,2 ◦C. A méréseket 5 mm-es ampulla segítségével rögzített, lezárt kapillárisral, deuterált és deuterálatlan dimetil-szulfoxid (DMSO) keverékével végezzük, meghatározott koncentráció-kalibrált skála szerint, amely 3,4 ppm-nél 2D-NMR-jelet produkál (a (CD3) 4Si-hez viszonyítva), míg a 2D-NMR A HDO jel értéke 4,7 ppm (a (CD3) 4Si-hez viszonyítva) (1. ábra).

1. ábra: A 2D NMR HDO jel intenzitásának aránya a 2D NMR DMSO-D1 jelhez viszonyítva

A kapott spektrumok feldolgozása abból állt, hogy meghatároztuk a vizsgálati minta 2D NMR HDO jele integrált intenzitásának arányát a 2D NMR DMSO-D1 jelhez viszonyítva, amelynek intenzitását viszont ugyanazon körülmények között határoztuk meg a standardokhoz viszonyítva - vízminták pontosan meghatározott deutériumtartalom (3,7 ppm, 51 ppm, 150 ppm). Az egyes minták méréseit ismételten elvégeztük a kísérleti hibák csökkentése érdekében. A biológiai mintákban a deutériumtartalom meghatározásának pontossága ± 2 ppm volt.

Az elektron paramágneses rezonancia (EPR) spektrumának mérését szobahőmérsékleten, JES Fa 300 spektrométeren (JEOL, Japán) végeztük az X-sávban. A körülmények a következők voltak: a mikrohullámú teljesítmény 1 mW, a mikrohullámú frekvencia 9144 MHz és a nagyfrekvenciás amplitúdó-moduláció 0,1 mT. A szövetmintákat korábban liofilizáltuk (az LS-1000 szárítóberendezésnél), kvarcampullában (5 mm) mértük; a minta tömege a rezonátor zónában 0,03 g volt. A paramágneses központok (PMC) koncentrációját a mintákban egy standard minta (TEMPOL) jelével összehasonlítva határoztuk meg. Az EPR-jel integrált intenzitását a mintákban kettős numerikus téglalap alakú integrációs módszerrel határoztuk meg [30].

A laboratóriumi egerek májmintáinak EPR-spektrumai anizotróp szingulett jelet tartalmaznak, amely spin-Hamilton-paraméterek megfelelnek a stabil gyökök paramétereinek [31-33]. A veseminták EPR-spektrumai hasonlóak.

Tekintettel arra, hogy az EPR módszer főként stabil gyököket képes kimutatni [34], a luminol-függő H2O2 által kiváltott kemilumineszcencia módszerét alkalmazták a plazmában viszonylag instabil kémiailag aktív gyökök kimutatására a Scientific and Production Association által gyártott LT-1 hemi lumen teszterrel. Lumin (Rosztov-Don-Don) a módosításban [35-37]. A maximális flash kemilumineszcencia (MFCL) formájában visszavert FRRO gátlás formájában kapott eredményeket tetszőleges egységekben (arb. U.) Fejeztük ki a kontroll mintákban a biológiai anyag nélküli vakmintákhoz viszonyítva.

A vérplazma antioxidáns aktivitásának (AOA) meghatározása az endogén antioxidáns rendszer amperometriai módszerrel történő értékelésén túlmenően, a „Khimavtomatika” OAO Tudományos és Termelési Egyesület (Moszkva, Oroszország) által gyártott „Yauza-01-AAA” antioxidáns aktivitás analizátoron végzett amperometriai módszerrel történt. ) módszerrel [38]. A módszer az elektromos áram mérésén alapul, amely a biológiai minta oxidációja során következik be a munkaelektród felszínén a fajlagos potenciálon, és a kapott jelet összehasonlítják az azonos körülmények között mért standard jellel. Az eredményeket nanoamper/másodpercben fejeztük ki (nA * s).

A kapott adatok statisztikai elemzését variációs statisztikai módszerekkel, Student t-teszt alkalmazásával végeztük. A különbséget a p +

* - P + - P állatok csoportja szintén szignifikánsan magasabb volt, mint az 1. csoportban - 37,1% -kal (P